Рекомендации по применению современных синтетических нитей в ветеринарной хирургии.

2.СОБСТВЕННЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

2. 1. Объекты и методы исследования

Работу выполняли на кафедре хирургии и акушерства Института ветеринарной медицины Алтайского государственного аграрного университета, кафедре микробиологии Алтайского государственного медицинского университета, на базе НПО Алтайского онкологического центра в 1999-2006 годах.

Основные исследования по применению однорядных швов на органах желудочно-кишечного тракта проводились на кошках (n=84) в возрасте от 5 месяцев до 8 лет. У каждой кошки на тонком отделе кишечника (тощей и подвздошной кишках) выполняли по два анастомоза «бок-в-бок» (всего168 анастомозов) по типу обходных.

В процессе исследований всех животных разделили на шесть опытных и одну контрольную группы, в каждой из которых находилось по 12 кошек.

У кошек первых трех опытных групп анастомозы формировали, накладывая непрерывный однорядный серозно-мышечно-послизистый шов Жели в модификации Л.В. Медведевой, используя в качестве шовного материала в первой группе хромированный кетгут высокого качества (производства CIBA-GEIGY– Италия); во второй группе – нить ПГА (производства «ЛИНТЕКС» г. Санкт-Петербург) и в третьей опытной группе – КАПРОАГ (производства «ЛИНТЕКС» г. Санкт-Петербург).

В четвертой, пятой и шестой опытных группах анастомозы формировали однорядными серозно-мышечно-подслизистыми узловыми швами. В качестве шовного материала в четвертой группе применяли хромированный кетгут (CIBA-GEIGY – Италия); в пятой группе – нить ПГА («ЛИНТЕКС» г. Санкт-Петербург) и в шестой опытной группе – КАПРОАГ («ЛИНТЕКС» г. Санкт-Петербург).

В контрольной группе анастомозы выполняли традиционным двухрядным швом (внутренний ряд – скорняжным швом, наружный – швом Ламбера).

В последующем у всех оперированных кошек участок тонкой кишки с анастомозами резецировали (с целью получения биоптата) на 3-й, 7-й, 11-й и 21-й дни, а ее целостность восстанавливали путем наложения анастомоза «конец-в-конец» однорядным модифицированным по Л.В. Медведевой швом Жели. Часть животных из опыта выводили эутаназией.

После повторного анастомозирования у ряда животных проводили рентгенологическое исследование на 3-й, 7-й, 11-й и 21-й дни. Для лучшей визуализации в желудок через зонд вводили сульфат бария и следили за продвижением контрастных масс по кишечнику, делая снимки через 30 минут; 1; 1,5; 2; 2,5 и 3 часа.

Все экспериментальные оперативные вмешательства проводились в операционной кафедры хирургии и акушерства ИВМ АГАУ. Для обезболивания у кошек применяли ксилазин – кетаминовый наркоз (П.П. Герцен, 1998). Для этого использовали ксилазин (ромпун) и калипсовет, взятые в одном шприце в равных частях из расчета 0,07 – 0,1 мл каждого препарата на 1 кг массы тела животного для внутримышечного введения. При необходимости пролонгирования наркоза, повторно вводили 1/3 первоначальной дозы указанных препаратов.

Доступ к тонкому отделу кишечника осуществляли через медианный разрез в позадипупочной области. Операционную рану брюшной стенки обкладывали салфетками, смоченными этакридина лактатом. После смещения сальника и эвентрации тонкой кишки (jejunum, ileum), формировали на тощей кишке один или два (в двух случаях - три) анастомоза «бок-в-бок» (по типу обходного) испытываемыми однорядными швами.

В контрольной группе, где исследовали классический двухрядный шов (скорняжный + Ламбера), на тонком отделе кишки создавали только один анастомоз. Далее, анастомозированную кишку орошали раствором этакридина лактата и вправляли в брюшную полость. После придания сальнику анатомически правильного положения, рану брюшной стенки ушивали однорядным швом по Медведевой.

Для предотвращения осложнений в послеоперационном периоде, резекцию участка кишки с ранее созданными анастомозами выполняли, сохраняя целостность илиоцекального сфинктера и крупной артерии, питающей стенку кишки и вены. Кроме того, не затрагивали двенадцатиперстную кишку с открывающимися в нее протоками поджелудочной железы и печени.

Учитывали и то, что в зависимости от объема и локализации резецируемого участка тонкой кишки, расстройство пищеварения и его клиническое проявление могут быть весьма вариабельными.

У ряда кошек сразу после анастомозирования кишки интраоперационно, а также на 7-ой и 11-й дни после операции, проводили пневмопрессию. При этом использовали устройство, предложенное Н.А. Малыгиной (2002). Сначала краниальнее и каудальнее анастомоза накладывали кишечные жомы. Далее, в стенке кишки делали небольшое отверстие, в которое вводили молочный катетер, соединенный с манометром. Его фиксировали кисетным швом. Участок кишки с анастомозом помещали в емкость, заполненную раствором этакридина лактата. Через катетер нагнетали в кишку воздух до появления пузырьков, выделяющихся через линию шва. По градуировке манометра, соединенного с катетером и «грушей», определяли механическую прочность шва.

Учитывая сложность оперативного вмешательства на органах желудочно-кишечного тракта, особое внимание уделяли ведению послеоперационного периода. Всем прооперированным животным в качестве обезболивающего средства внутримышечно до 3-4 раз в сутки в течение первых трех дней вводили баралгин из расчета 0,1 мл/кг массы тела, так как он является комбинированным обезболивающим и антиспастическим средством (П.В. Смольников, 2001). Для быстрого восстановления ОЦК (объема циркулирующей крови), возмещения дефицита внеклеточной жидкости и парентерального питания вводили растворы глюкозы и Рингера-Локка из расчета 55 мл/кг 1-2 раза в сутки.

Кошкам опытных и контрольной групп назначали антибиотикотерапию, в основном, 4%-ный раствор гентамицина - 1,1 мл раствора на 10 кг массы тела два раза в день внутримышечно.

Помимо общих закономерностей, существуют некоторые особенности ведения постоперационного периода, связанные с анатомией и физиологией пищеварительного тракта. Например, чтобы избежать несостоятельности соустья в первые 36-48 часов после анастомозирования кишки необходимо полностью исключить энтеральное питание. Поэтому первые два дня после операции кошек не кормили. Со второго дня начинали давать воду небольшими порциями 5-6 раз в день (не отменяя парентеральное введение растворов глюкозы и Рингера). С третьего дня после операции давали небольшое количество цельного молока и жидкий корм (разведенный кипяченой водой влажный корм «Вискас») по столовой ложке 4-5 раз в день. В последующие дни количество корма (влажный рацион «Вискас») постепенно увеличивали, но продолжали давать дробно 6 раз в день. С 12-го дня в рацион начинали вводить мясо и сухие корма. Учитывая то, что после резекции участка тонкой кишки нарушается абсорбция витамина В12 и поступление с пищей жирарастворимых витаминов А, Д, Е и К, их вводили парэнтерально.

Для исследования эффективности применения однорядного шва при операциях на органах желудочно-кишечного тракта у жвачных животных мы проводили руменотомию у крупного рогатого скота и абомазотомию у овец и коз.

При этом одну партию опытов проводили на бычках черно – пестрой породы (n=16) в возрасте от 7 до 10 месяцев с массой от 160 до 270 кг. Всех животных разделили на три опытные группы (по количеству исследуемых ОШ: 1-ая группа – однорядный шов Кашина-Медведевой (n=5), 2-ая группа – модификация шва Жели по Л. В. Медведевой (n=5), 3-я группа – однорядный серозно-мышечный шов Плахотина-Садовского (n=3)). В контрольной группе операционную рану рубца (rumen) зашивали двухрядным швом Шмидена – Плахотина (традиционный вариант (n=3)).

Биопсию тканей послеоперационных рубцов и бактериологический контроль в зоне наложения швов у крупного рогатого скота проводили на 7-й, 14-й и 28-ой дни после операции.

Исследования эффективности однорядных швов при абомазотомии у мелкого рогатого скота проводили на ягнятах, взрослых овцах и козах. В процессе экспериментальных, учебно-клинических и клинических операций абомазотомию выполняли у 30 голов мелкого рогатого скота. Из них с экспериментальной целью было прооперированно 18 коз.

Операционную рану сычуга у девяти животных зашивали однорядным серозно-мышечно-подслизистым швом Кашина-Медведевой (первая опытная группа); у трех животных - модифицированным серозно-мышечно-подслизистым швом Жели (вторая опытная группа) и у следующих трех – однорядным серозно-мышечным швом Плахотина-Садовского (третья опытная группа). Для контроля операционную рану сычуга ушивали традиционным двухрядным швом (Шмидена + Плахотина-Садовского) у трех козлов.

У всех жвачных животных швы на органы желудочно-кишечного тракта накладывали простым кетгутом фирмы «BEROMED» (Германия), так как он качественнее отечественного и в условиях промышленного животноводства является наиболее доступным и дешевым материалом.

У быков операции проводили в стоячем положении с использованием станка Китаева (ограждение с одной стороны убиралось). Релапаротомию и биопсию раневого рубца у ряда животных выполняли в лежачем положении на операционном столе Сапожникова. Обезболивание брюшной стенки осуществлялось паралюмбальной проводниковой анестезией по методу профессора И.И. Магды. Дополнительно применяли эпиплевральную блокаду по методу профессора В.В. Мосина. Разъединение тканей брюшной стенки у быков осуществляли паракостальным разрезом. После изоляции операционной раны, через нее выводили дорсокаудальный мешок рубца. Одновременно с руменотомией фиксировали стенки рубца к коже стальными двусторонними крючками, ранорасширителями или узловыми швами с захватом серозного и мышечного слоев. Эвакуировав большую часть содержимого рубца, обследовали его дно и полость сетки на наличие инородных предметов. Перед закрытием операционной раны рубца, с ее краев и стенок тщательно удаляли кровяные сгустки и остатки кормовых масс. Однорядный шов начинали накладывать с нижнего угла раны, постепенно открепляя стенку рубца от кожи. Далее, поверхность шва и прилегающих участков обмывали раствором этакридина лактата, удаляли изолирующие лапаротомную рану салфетки и вправляли ушитый дорсокаудальный мешок рубца в брюшную полость. Рану брюшной стенки зашивали однорядным швом.

Абомазотомию у овец проводили, фиксируя их в спинном положении на операционном столе Виноградова. Для обезболивания применяли сочетанную анестезию. С целью седации и миорелаксации внутримышечно вводили рометар (ксилазин) в дозе: 0,15-0,25 мл на 10 кг живой массы. Дополнительно выполняли инфильтрационную анестезию по месту разреза 0,5 % раствором новокаина.

Лапаротомию осуществляли медианным разрезом в предпупочной области. После изоляции операционной раны салфетками, смоченными этакридина лактатом и смещения сальника, выводили в операционную рану сычуг, фиксировали его кишечными жомами и рассекали по большой кривизне на 8-10 см. Эвакуировав содержимое желудка, обмывали края раны водным раствором антисептика и накладывали швы. Вернув сычуг в брюшную полость, покрывали его сальником. Затем зашивали операционную рану брюшной стенки.

У овец и коз биопсию раневого рубца на сычуге выполняли на 7-ой, 14-й и 28-ой дни после абомазотомии.

У всех оперированных животных (кошек, быков, овец и коз) лапаротомные раны закрывали однорядным швом с диагональным проведением нити через раневой канал, используя в качестве шовного материала шелк, капрон, лавсан или нейлон соответствующих номеров. При обследовании зоны наложения швов учитывались степень послеоперационного отека тканей, равномерность и плотность сопоставления краев и стенок раны, расположение стежков шва, их взаимодействие с мягкими тканями. В последующем оценивались особенности формирования рубца.

В процессе опытов все животные подвергались тщательному клиническому исследованию (измеряли температуру тела, частоту пульса и дыхания, сокращения рубца у быков и овец и оценивали общее состояние и отношение к корму).

У всех животных (кошек, быков, коз), используемых в эксперименте, проводили исследование крови до оперативного вмешательства, а так же на протяжении всего послеоперационного периода. Подсчет количества лейкоцитов и эритроцитов проводили в камере Горяева под микроскопом. Содержание гемоглобина в крови исследуемых животных определяли гемиглобин-цианидным методом. Скорость оседания эритроцитов (СОЭ) определяли по методу Панченкова. Лейкограмму определяли микроскопическим исследованием окрашенных мазков крови с дифференциальным подсчетом лейкоцитов. Мазки готовили по общепринятой методике. Последовательно определяли лейкоцитарный профиль, который дает предметное представление динамики различных групп лейкоцитов.

Гистологические исследования проводили на базе патоморфологической лаборатории НПО АОЦ (Научно-производственное объединение Алтайский онкологический центр). Микропрепараты изготавливали путем ''ручной проводки''. Фиксацию проводили в 10 %-ном водном растворе формалина в течение 16 часов. Далее осуществляли промывание, обезвоживание и заливку в парафин гистологического материала. Приготавливали срезы из парафиновых блоков по общепринятым методикам. Окрашивание проводили гематоксилин – эозином.

Из материала, взятого после убоя крупного и мелкого рогатого скота, а также интраоперационно, после биопсии и эутаназии у кошек, были изготовлены и сфотографированы макропрепараты послеоперационных рубцов.

Одновременно с проведением биопсии у кошек, быков, овец и коз проводили патологоанатомическую оценку состояния париетальной и висцеральной брюшины в области швов, а также делали забор проб (с помощью стерильной ваты на палочках, заключаемых в пробирки) для определения биологической герметичности исследуемых кишечных швов.

Взятый материал в течение двух часов доставляли в лабораторию кафедры микробиологии Алтайского государственного медицинского университета. Далее производили посев исследуемого материала на 3% кровяной агар и параллельно на сахарный бульон. Посевы инкубировали в термостате в течение 18-24 часов. Далее определяли количество микробных тел в одном грамме исследуемого материала и проводили идентификацию по В.В. Меньшикову (1987).

Клинические испытания предлагаемых однорядных швов (Л.В. Медведевой с диагональным проведением нити через раневой канал; Жели в модификации Медведевой и шва Кашина-Медведевой) проводились на животных, владельцы которых обращались на кафедру в период с 1999 по 2006 год, а также в условиях стационара ИВМ АГАУ при показательных и лечебных операциях. Часть операций с применением однорядных швов проводились в условиях ветеринарной клиники «Унивет» г. Барнаула на кошках и собаках (в т.ч. экзотических пород). Всего с использованием предлагаемых однорядных швов было прооперировано более 1 634 домашних животных.

2.2. Результаты собственных исследований

2.2.1. Показания к проведению абдоминальных